Materiales
- Homogeneizador
peristáltico (stomacher)
-Cucharas,
bisturíes, cuchillos y pinzas
-Licuadora
-Licuadora
-Incubadora
-Tubos
de ensaye de 16 x 150 mm y de 20 x 100 mm
-Recipientes de boca ancha, de capacidad apropiada para contener las muestras simples y compuestas
-Recipientes de boca ancha, de capacidad apropiada para contener las muestras simples y compuestas
-Pipetas
de 1 ml, con graduaciones de 0,01 ml
-Pipetas
bacteriológicas de 10,0 y 5,0 ml, graduadas en 0,1 ml y protegidas con tapón de
algodón
-Asa de platino o
nicromel de aproximadamente 3 mm de diámetro
-Papel pH (intervalo de 6-8) con graduaciones máximas de 0,4 unidades de
pH para cambios de color
Reactivos
-Caldo lactosado o
agua de peptona tamponada 225 ml
-Hidróxido
de sodio 1N estéril
-Ácido
clorhídrico 1N estéril
-Caldo
tetrationato 10 ml
-Caldo
selenito cistina 10 ml
-Caldo Vassiliadis-Rappaport
10 ml
-Agar xilosa
lisina Desoxicolato (XLD) -Agar verde
brillante (VB) -Agar entérico Hektoen -Agar Sulfito de Bismuto -Agar SS
-Procedimiento general para la preparación de muestras
Pesar asépticamente 25 g de la muestra en un vaso estéril
de licuadora o en bolsa estéril para trabajar en homogeneizador peristáltico
(stomacher). Adicionar 225 ml del medio de preenriquecimiento estéril
(generalmente caldo lactosado, a menos que se indique otro) y licuar si es
necesario durante un min. Transferir asépticamente la mezcla homogeneizada a un
recipiente estéril de boca ancha con tapón de rosca y dejar reposar por 60 min
a temperatura ambiente con la tapa bien enroscada. Mezclar bien y determinar el
pH aproximado con papel pH. Ajustar, si es necesario, a un pH 6,8 ±
0,2 con hidróxido de sodio 1N
o ácido clorhídrico 1N estériles. Mezclar y cubrir el recipiente enroscando
suavemente la tapa.
Cerrar firmemente el tapón de rosca de los
matraces con los cultivos de preenriquecimiento y agitar suavemente, transferir
respectivamente 1 ml de la mezcla a un tubo que contenga 10 ml de caldo
tetrationato y a otro con 10 ml de caldo selenito cistina.
Como alternativa, en sustitución del caldo
tetrationato puede emplearse el medio Vassiliadis-Rappaport.
Incubar de 18 a 24 h a 35°C o, para
alimentos fuertemente contaminados a 42°C por el mismo periodo. Estriar
los productos que fueron directamente enriquecidos en medios selectivos.
Mezclar el tubo con caldo selenito
cistina y estriar en agar xilosa lisina Desoxicolato (XLD), agar verde
brillante (VB) y una tercera caja con cualquiera de los medios selectivos
adicionales (agar entérico Hektoen, agar Sulfito de Bismuto o Agar SS). Efectuar el mismo procedimiento para el caldo tetrationato. Incubar las placas 24 horas a 35°C
Examinar las placas para investigar la
presencia de colonias típicas de Salmonella, de acuerdo con las siguientes
características:
Agar XLD: colonias rosas o rojas que pueden
ser transparentes con o sin centro negro. En algunos casos las colonias pueden
aparecer completamente negras. Agar VB: colonias rojas o rosas que pueden ser transparentes rodeadas por medio enrojecido; las bacterias fermentadoras de la lactosa dan colonias amarillas. Agar enterico Hektoen: colonias verdes o azulverdes con o sin centro negro. En algunos casos las colonias pueden aparecer completamente negras. Agar sulfito de bismuto: las colonas típicas de Salmonella pueden ser cafés, grises o negras; con o son brillo metálico. Generalmente el medio circundante (halo) es café, tornándose posteriormente a negro. Algunas cepas producen colonias verdes sin la formación del halo oscuro. Si las placas no muestran colonias tipicas o no se observa crecimiento, incubar 24 h adiocionales. Agar SS:colonias translúcidas, ocasionalmente opacas. Algunas colonias dan centro negro. Las colonias fermentadoras de la lactosa son rojas.
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| Medios de aislamiento para Salmonella |
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